DNA甲基化检测方法

全基因组DNA甲基化实验怎么做？从技术原理、建库测序流程、信息分析流程和研究套路等四方面详细介绍。

表观修饰不需要改变 DNA 序列便能实现对性状的改变，表观修饰的改变与基因功能乃至细胞状态、发育、衰老、疾病等存在重要的关联。在众多的表观遗传修饰中，最为重要且研究最为广泛的修饰之一是 DNA 甲基化，而全基因组甲基化测序（WGBS-seq）无疑是最有效的研究手段。

全基因组甲基化测序利用重亚硫酸盐能够将未甲基化的胞嘧啶（C）转化为胸腺嘧啶 （T）的特性，将基因组用重亚硫酸盐处理后测序，即可根据单个 C 位点上未转化为 C 未转化为 T 的 reads 数目与所有覆盖的 reads 数目的比例，计算得到甲基化率。该技术对于全面研究胚胎发育、衰老机制、疾病发生发展的表观遗传机制，以及筛选疾病相关的表观遗传学标记位点具有重要的应用价值。

全基因组甲基化测序原理示意图入下：

样品检测——样品打断 ——文库构建——BS处理——文库质检

（一）样品检测

对DNA样品的检测主要包括2种方法：

（1）琼脂糖凝胶电泳分析DNA降解程度以及是否有污染，检测具有明显的主带，且条带清晰；

Qubit 2.0对DNA浓度进行精确定量，DNA检测总量不低于1ug。

（二）文库构建

样本检测合格后，使用Bioruptor系统将1µg样品基因组DNA与未甲基化的lambda DNA混合，然后将其片段化，平均大小约为250bp。片段化后，纯化的随机片段化DNA随后用T4 DNA聚合酶，Klenow片段和T4多核苷酸激酶的混合物进行修复，钝化和磷酸化末端。随后使用Klenow片段（3'-5'exo-）对钝的DNA片段进行3'腺苷酸化，然后与连接5'-甲基胞嘧啶而不是使用T4 DNA连接酶的胞嘧啶连接的衔接子进行连接。完成每个步骤后，使用磁珠纯化DNA。之后，根据说明使用ZYMO EZ DNA甲基化金试剂盒将未甲基化的胞嘧啶转化为尿嘧啶。最后，用JumpStart Taq DNA聚合酶进行PCR扩增，再使用磁珠对PCR产物进行纯化获得最终文库。

（三）文库质检

文库构建完成后，先使用Qubit2.0进行初步定量，稀释文库至1ng/ul，随后使用Agilent 2100对文库的insert size进行检测，insert size符合预期后，使用qPCR方法对文库的有效浓度进行准确定量（文库有效浓度>2nM），以保证文库质量。

（四）上机测序

文库检测合格后，把不同文库按照有效浓度及目标下机数据量的需求pooling后在illumina Nova平台测序，测序策略为PE150。

（一）原始下机数据质控

原始下机数据为FASTQ格式，是高通量测序的标准格式。FASTQ文件每四行为一个单位，包含一条测序序列（read）的信息。该单位第一行为read的ID，一般以@符号开头；第二行为测序的序列，也就是reads的序列；第三行一般是一个+号，或者与第一行的信息相同；第四行是碱基质量值，是对第二行序列的碱基的准确性的描述，一个碱基会对应一个碱基质量值，所以这一行和第二行的长度相同。以下为一条read信息的示例：

原始下机数据包含建库时引进的接头序列以及质量过低的碱基，这些因素会导致后续比对到基因组的reads较少，从而导致得到的信息较少，因此需要进行过滤。利用trim_galore软件对原始数据进行去除接头序列及低质量碱基等质控步骤。

（二）序列比对

经过质控的reads需要根据与参考基因组的序列相似度比对到参考基因组上。相比于常规基因组及转录组测序，WGBS测序方法产生的数据的特点决定其在比对时存在三大困难：

（1）DNA片段正链和负链经过重亚硫酸盐转化后将不再反向互补，再经过PCR，便会产生四条不同的序列，这将大大增加比对时的计算量。

（2）经过重亚硫酸盐转化后，DNA序列大部分C碱基被转化成T碱基，因此序列含大量T而缺乏C；经过PCR后，产生的互补链则含有大量A而缺乏G。这样便导致序列的复杂度降低（即序列的组成特征更单一），从而增加比对的难度。

（3）C和T的比对是不对称的。经过重亚硫酸盐转化后，序列中非甲基化的C碱基（占大部分）被转化为T，这将导致测序序列与参考基因组不匹配，T既可能应该比对到T上，有可能应该比对到C上；而C则只能比对到C上。这也增加了比对的难度。

利用BSMAP软件进行比对。BSMAP进行比对时，先以参考基因组上C碱基的位置作为指导，将reads中对应参考基因组C碱基位置的T标记为C，其他T保持不变，从而使reads可以直接比对到参考基因组。

（三）甲基化水平计算

甲基化水平可根据未转化为 T 的 C 与转化为 T 的 C 的 reads 的比例计算得到，即：

Beta-value = C-reads / (C-reads + T-reads) * 100%

其中，Beta-value 即为该胞嘧啶的甲基化水平，C-reads 为覆盖该位点的支持甲基化的reads 数目（测得该位点为 C 的 reads），T-reads 为覆盖该位点的不支持甲基化的 reads 数目（测得该位点为 T 的 reads）。 计算原理示意图如下：

利用BSMAP统计甲基化水平。

（四）差异甲基化区域（DMR）鉴定及统计

DMR检测使用权威期刊发表的metilene软件。该软件先将基因组进行预分段，以排除较长序列中不包含CG位点的片段。随后，利用二元分隔算法，递归缩小检测范围，以搜索得到组间累积平均甲基化差异最大的区域，作为可能的DMR；最后，结合双重统计学检验（MWU-test和2D KS-test），得到准确的DMR。检测原理如下图所示：

本分析检测DMR的标准如下：

（1）区域平均甲基化差异不小于0.1；

（2）CpG位点数不少于5个；

（3）区域长度不小于50 bp；

（4）甲基化水平差异统计检验的校正P值小于0.05；

（5）2D KS-test检验P值小于0.05。

（五）信息分析流程示意图

DNA甲基化组学研究的核心内容在于对DNA甲基化数据的挖掘。DNA甲基化一般遵循三个步骤进行数据挖掘。

首先，进行整体全基因组甲基化变化的分析，包括平均甲基化水平变化、甲基化水平分布变化、降维分析、聚类分析、相关性分析等。

其次，进行甲基化差异水平分析，筛选具体差异基因，包括DMC/DMR/DMG鉴定、DMC/DMR在基因组元件上的分布、DMC/DMR的TF结合分析、时序甲基化数据的分析策略、DMG的功能分析等。

最后，将甲基化组学&转录组学关联分析，包括Meta genes整体关联、DMG-DEG对应关联、网络关联等。

Whole-Genome Bisulfite Sequencing of Two Distinct Interconvertible DNA Methylomes of Mouse Embryonic Stem Cells. 两种状态的小鼠胚胎干细胞的甲基化组学研究

1、背景

小鼠胚胎干细胞一般生长在含有血清的基质中，被称作血清干细胞(serum ESCs)；加两种激酶抑制因子使胚胎干细胞在无血清的情况下更能保持多能性的基态，这种干细胞称为2i干细胞(2i ESCs)；这两种状态的胚胎干细胞可以互相转化。以前这方面的甲基化研究大多基于质谱，覆盖度和研究结果有限，尚缺乏2i胚胎干细胞的甲基化组学研究。

2、方法

利用全基因组重亚硫酸盐甲基化测序（WGBS），对这两种可互相转换的小鼠胚胎干细胞进行甲基化组学研究

3、结论

全面准确的检测了两种小鼠胚胎干细胞的DNA甲基化修饰并进行了系统的比较；同serum ESCs相比，雄性2iESCs全局低甲基化；在血清中，雌性ESCs跟雄性2i ESCs类似呈现全局低甲基化，而在2i ESCs状态下，甲基化水平会进一步降低。

以上就是关于全基因组甲基化测序实验流程和分析思路的介绍。

参考文献：

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普通的测序不能找到甲基化位点。 这里有几种常用的找甲基化位点的测序方法： 第一种是重亚硫酸盐测序。重亚硫酸盐使DNA中未发生甲基化的胞嘧啶脱氨基转变成尿嘧啶，而甲基化的胞嘧啶保持不变，行PCR扩增(引物设计时尽量避免有CpG，以免受甲基化因素的影响)所需片段，则尿嘧啶全部转化成胸腺嘧啶。最后，对PCR产物进行测序，并且与未经处理的序列比较，判断是否CpG位点发生甲基化。

  DNA甲基化作为一种可遗传的表观遗传修饰，在生物个体的生长发育与繁殖过程中，维持遗传物质的稳定性是至关重要的。在真核生物基因组中，编码基因仅仅占一小部分，例如在人类基因组中编码基因还不到2％，那么在大量非编码DNA存在的情况下，实现精确控制基因的表达，降低周围的转录噪音对生物体至关重要，而DNA甲基化则为非编码DNA的长期沉默提供了一种有效的抑制机制。近年来的大量研究表明，DNA异常甲基化与肿瘤的发生、发展、细胞癌变有着密切的联系。DNA甲基化在肿瘤中的作用主要表现在以下几个方面：一是甲基化的CpG岛二核苷酸中的胞嘧啶以较高的频率脱氨基变成胸腺嘧啶，造成基因突变；二是抑癌基因和DNA修复基因由于超甲基化而沉默；三是癌基因甲基化水平降低而活化；四是基因组总体甲基化水平降低使转座子、重复序列活化导致染色体稳定性下降。这些因素是导致肿瘤发展、转移、恶化最终导致患者死亡的重要原因。DNA总体甲基化水平和特定基因甲基化程度改变可作为肿瘤诊断指标。正是由于DNA甲基化在维持正常细胞的功能、基因组结构稳定、遗传印记、胚胎发育、及肿瘤和疾病的发生、发展等方面发挥重要作的作用，所以在科研中受到越来越多的重视。

  在基因组所有甲基化的碱基中占比最多的是5-甲基胞嘧啶（5mC），在哺乳动物中占比为98%左右，由DNA甲基转移酶家族（Dnmts）催化甲基从S-腺嘌呤甲硫氨酸（SAM）转移至胞嘧啶残基的第五个碳而形成。与此同时，5mC可以在氧化蛋白TET的作用下转化为5-羟甲基胞嘧啶（5-hmC），进一步在TET的氧化下转化为5-甲酰基胞嘧啶（5-fC），最终在TET的氧化下转化为5-羧基胞嘧啶（5-caC）。在基因组中含有很多CpG结构，60%～ 90% 的CpG 都被甲基化，未甲基化的CpG 成簇地组成CpG 岛，位于结构基因启动子的核心序列和转录起始点。关于甲基化的维持只要受DNMT1和UHRF1两个蛋白控制，用于在DNA复制时让新生成的链维持原有的甲基化模式。目前，在植物中，主要存在两种去甲基化方式，一是被动去甲基化，即DNA复制时新生成的链丢失甲基化；二是主动去甲基化，在DNA糖基化酶（DME）和ROS1的作用下，通过碱基错配修复途径（BER）去除甲基化。在哺乳动物中，被动去甲基化与植物相同，而DNA修复酶-胸腺嘧啶DNA糖基化酶（TDG）在DNA主动去甲基化上扮演了重要角色，关于主动去甲基化的过程还需进一步的研究。

  目前，关于DNA甲基化的测序方法分为两大类，一类是以蛋白质特异性结合为基础的富集方法，该类方法类似ChIP-seq，可以将甲基化区域富集下来，然后测序分析甲基化情况，该类方法有一个很明显的缺点就是不是单碱基分辨率水平，因为富集到只是区间没法确定具体是哪一个位置发生了甲基化。如果只是想知道某些区域是否发生甲基化，得到一个定性的结论，那么用该类方法就很方便；二是以C碱基转化为T碱基为基础的测序方法，随着技术的发展，该类方法又可以分为两种技术，一种是将未甲基化的C碱基转化为T，另一种是将甲基化的C碱基转化为T。目前市场上还是以未甲基化的C碱基做转化的方法为主流，这其中以重亚硫酸盐处理的方法被大家认为是甲基化测序的“金标准”。该类方法有一个很明显的特点就是甲基化的分辨率可以达到单碱基的水平，再结合NGS的高通量特点，让科研人员很容易就能得到全基因组上的甲基化图谱。虽然优势很明显，但其也存在一些缺陷，体现在以下几个方面：1、对DNA的破坏，亚硫酸盐处理的反应条件比较剧烈，高温高酸的条件下会使很多DNA序列发生降解，使得DNA序列的多样性下降。为了达到很好的建库效果就需要高质量高有浓度的DNA样本；2、亚硫酸盐处理方法依赖未碱基化的C碱基转化为T碱基，而基因组范围内95%左右都是为甲基化的C，转化后导致文库碱基严重失衡，对测序结果造成影响，故这类文库上机测序时需要参入一定比例的Phix文库。同时，如果C->T的转化效率低，由于其基数很大也会造成很高的假阳性。随着技术的发展，一些将甲基化的C转碱基化为T的方法崭露头角脚，这些技术的天然优势就是甲基化的C碱基本身占比就很少，而且反应条件比较温和，基本不会引起DNA降解保持很好的序列多样性和复杂度，通过测定C->T转化有一种“所见即所得的感觉”，可以降低假阳性的产生。Bisulfite-free技术也在发展。虽然这些技术还不很成熟，但其优势却很明显，未来技术成有所突破一定会让其成为主流。

  通过对DNA甲基化方面的知识做一个梳理，自己从中有所收获。个人觉得了解一个方面的知识，最好的方法可能是找一些好的综述来阅读。关于DNA甲基化，下面给出了一篇不错的综述，虽然文章发表于2014年，距离现在已经过去有些年限，但对于不了解的人来说里面的内容还是属于比较经典的，值得一看。今天就分享到这了~~~