在DNA提取过程中乙醇的作用是什么

在质粒DNA的制备中，无水乙醇起到沉淀DNA继而达到浓缩DNA的目的，70%的乙醇是用来洗涤DNA的，进一步去除杂质。

在除去蛋白质沉淀后，要加入无水乙醇使质粒沉淀，离心除去上清，再加入70%乙醇清洗DNA沉淀，清洗两次左右。最后要把DNA沉淀溶于TE或ddH2O中。

扩展资料：

1、 测量DNA溶液的体积，按lg/ml的用量精确地加入固体CsCl, 将溶液加温至30℃助溶。温和地混匀溶液直到盐溶解。

2、 每10mlDNA溶液加入0.8ml溴化乙锭溶液（10mg/ml溶于水）；立即将溴化乙锭溶液（漂浮在表层）与DNA－氯化铯溶液混匀， 溶液的终密度应为1.55g/ml（溶液的折射率为1.3860）溴化乙锭浓度大约740μg/ml。【溴化乙锭贮存液应贮存于避光容器内（如用锡箔完全包裹的瓶子），于室温保存。

参考资料来源：百度百科-质粒DNA纯化

溶解的原理是被溶解溶质的分子分散到溶解该物质的溶液分子间隙的过程，这个原理同样适用于DNA溶于水的过程，即DNA分子同水分子相互结合。乙醇分子和水的结合力大于DNA与水的结合力，故乙醇分子会抢占原来已经溶于水的DNA分子的位置，DNA分子因此被析出。为保证所形成的乙醇溶液的浓度，要加两倍以上体积的乙醇，这样能形成60%以上浓度的乙醇溶液，不一定是两倍，但是一定要高于这个值，否则DNA不容易析出。DNA提取的下一步加70%洗涤也是这个原理，其实量多量少不重要，关键是达到一定的条件。

因为无论用哪种方法提取,沉淀dna时总会加入高浓度的盐,加盐的目的是破坏能使蛋白质保持稳定的两个因素,使蛋白和dna分离并沉淀下来.而此时盐的阳离子会与dna结合形成dna-阳离子盐溶于溶液中,再用无水乙醇可以将dna-阳离子盐沉淀下来,但这样一来,dna中就含有较多的盐离子,这势必会影响下一步实验的进行,所以要用70%乙醇洗涤dna沉淀(因为在70%乙醇里dna是不溶的,而盐离子却可溶),用无水乙醇则达不到这个目的!ok?

提取DNA时用酒精，是利用了DNA不溶于酒精，但蛋白质等物质可以溶于酒精的原理，使提取到的DNA纯度更大。

酒精是最后一步才用的，这时的DNA纯度已经很高了，这时候用冷酒精，将染色体上的蛋白质进一步溶解掉，剩下的DNA的纯度会进一步增加。

提取dna晾干乙醇需要5小时。

提取DNA的时候，用75%乙醇洗涤沉淀的目的是去掉之前过程中加入的盐离子等杂质，所以仅干燥是没用的，离子杂质不会随着乙醇的挥发而被去除，需要用75%乙醇多洗几次，每次洗完之后控干乙醇。

提取原则

1、保证核酸一级结构的完整性。

2、核酸样品中不应存在对酶有抑制作用的有机溶剂和过高浓度的金属离子。

3、其他生物大分子如蛋白质、多糖和脂类分子的污染应降低到最低程度。

4、其他核酸分子，如RNA，也应尽量去除。

以上内容参考：百度百科-dna提取

在DNA提取时，用无水乙醇沉淀DNA，这是实验中最常用的沉淀DNA的方法。乙醇的优点是可以任意比和水相混溶，乙醇与核酸不会起任何化学反应，对DNA很安全，因此是理想的沉淀剂。

DNA溶液是DNA以水合状态稳定存在，当加入乙醇时，乙醇会夺去DNA周围的水分子，使DNA失水而易于聚合。一般实验中，是加2倍体积的无水乙醇与DNA相混合，其乙醇的最终含量占67％左右。因而也可改用95％乙醇来替代无水乙醇(因为无水乙醇的价格远远比95%乙醇昂贵)。但是加95％的乙醇使总体积增大，而DNA在溶液中有一定程度的溶解，因而DNA损失也增大，尤其用多次乙醇沉淀时，就会影响收得率。折中的做法是初次沉淀DNA时可用95％乙醇代替无水乙醇，最后的沉淀步骤要使用无水乙醇。也可以用o．6倍体积的异丙醇选择性沉淀DNA。一般在室温下放置15-30分钟即可。

就那植物来说吧！原理是一致的。方法不同。

1植物组织提取基因组DNA

一、材料

幼嫩叶子。

二、设备

移液器，冷冻高速离心机，台式高速离心机，水浴锅，陶瓷研钵，50ml离心管（有盖）及5ml和1.5ml离心管，弯成钩状的小玻棒。

三、试剂

1、提取缓冲液Ⅰ：100mmol/L

Tris·Cl,

pH8.0,

20mmol/L

EDTA,

500mmol/L

NaCl,

1.5%

SDS。

2、提取缓冲液Ⅱ：18.6g葡萄糖，6.9g二乙基二硫代碳酸钠，6.0gPVP，240ul巯基乙醇，加水至300ml。

3、80:4:16/氯仿:戊醇:乙醇

4、

RnaseA母液

5、其它试剂：液氮、异丙醇、TE缓冲液，无水乙醇、70%乙醇、3mol/L

NaAc。

四、操作步骤：

1.

在50ml离心管中加入20ml提取缓冲液Ⅰ,

60℃水浴预热。

2.

幼苗或叶子5-10g,

剪碎,

在研钵中加液氮磨成粉状后立即倒入预热的离心管中,

剧烈摇动混匀,

60℃水浴保温30-60分钟(时间长,DNA产量高),

不时摇动。

3.

加入20ml氯仿/戊醇/乙醇溶液,

颠倒混匀(需带手套,

防止损伤皮肤)，室温下静置5-10分钟,

使水相和有机相分层(必要时可重新混匀)。

4.

室温下5000rpm离心5分钟。

5.

仔细移取上清液至另一50ml离心管,加入1倍体积异丙醇,混匀,室温放置片刻即出现絮状DNA沉淀。

6.

在1.5ml

eppendorf中加入1ml

TE。用钩状玻璃棒捞出DNA絮团,在干净吸水纸上吸干,转入含TE的离心管中,DNA很快溶解于TE。

7.

如DNA不形成絮状沉淀,则可用5000rpm离心5分钟,

再将沉淀移入TE管中。这样收集的沉淀,往往难溶解于TE,可在60℃水浴放置15分钟以上，以帮助溶解。

8.

将DNA溶液3000rpm离心5分钟,

上清液倒入干净的5ml离心管。

9.

加入5μl

RNaseA(10μg/μl),

37℃

10分钟,

除去RNA(RNA对DNA的操作、分析一般无影响，可省略该步骤）。

10.

加入1/10体积的3mol/L

NaAc及2×体积的冰乙醇,混匀,-20℃放置20分钟左右,DNA形成絮状沉淀。

11.

用玻棒捞出DNA沉淀,70%乙醇漂洗,再在干净吸水纸上吸干。

12.

将DNA重溶解于1ml

TE,

-20贮存。

13.

取2μl

DNA样品在0.7%

Agarose胶上电泳,

检测DNA的分子大小。同时取15μl稀释20倍,

测定OD260/OD280,

检测DNA含量及质量。

[注意]

5g样品可保证获得500μg

DNA,

足供RFLP、PCR等分析之用。

DNA不溶于乙醇，利用这一性质，可以用乙醇将DNA从溶液中沉淀出来，从而纯化DNA。比如，有机溶剂法提取DNA中，用酚氯仿萃取DNA，此时，DNA存在于水相，作为杂质的蛋白质存在于有机相，萃取后，可以通过有机相将大部分杂质分离，然后在DNA溶液中，加入2.5倍体积的冰冻乙醇过夜，此时，DNA将从溶液中析出，离心，可得纯DNA，再加入一定体积的双蒸水得到纯净的DNA提取液。

植物DNA提取方法是采用CTAB法。

CTAB，是一种阳离子去污剂,能与核酸形成复合物,此复合物在高盐(>0.7mol/L) 浓度下可溶,并稳定存在,但在低盐浓度(0.1～0.5mol/L NaCl)下CTAB-核酸复合物就因溶解度降低而沉淀,而大部分的蛋白质及多糖等仍溶解于溶液中。通过有机溶剂抽提,去除蛋白、多糖、酚类等杂质后加入乙醇沉淀即可使核酸分离出来。经离心弃上清后,CTAB-核酸复合物再用70%酒精浸泡可洗脱掉CTAB。

无水乙醇：沉淀DNA。乙醇的优点是可以任意比和水相混溶，乙醇与核酸不会起任何化学反应，对DNA很安全，因此是理想的沉淀剂。 DNA溶液是DNA以水合状态稳定存在，当加入乙醇时，乙醇会夺去DNA周围的水分子，使DNA失水而易于聚合。

氯仿：克服酚的缺点；加速有机相与液相分层。

异戊醇：减少蛋白质变性操作过程中产生的气泡。异戊醇可以降低表面张力，从而减少气泡产生。另外，异戊醇有助于分相，使离心后的上层含DNA的水相、中间的变性蛋白相及下层有机溶剂相维持稳定。